Фомоидные грибы, ассоциированные с растениями семейства Convolvulaceae

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Семейство Didymellaceae – одно из крупнейших в порядке Pleosporales, объединяющее основные роды фомоидных грибов: Ascochyta, Didymella, Stagonosporopsis и др. Некоторые дикорастущие растения семейства Convolvulaceae являются одними из наиболее вредоносных сорных растений и выступают как уникальный источник биоразнообразия фомоидных грибов, в том числе видов Didymellaceae. Надежную и корректную идентификацию видов фомоидных грибов можно осуществлять только в рамках консолидированной концепции видов (CSC), анализируя в совокупности молекулярно-филогенетические, микроморфологические и культуральные признаки. В результате многолетнего фитосанитарного мониторинга посевов сельскохозяйственных культур, а также нарушенных и естественных местообитаний авторами были собраны листья сорных растений семейства Convolvulaceae с симптомами пятнистостей. В чистую культуру было выделено более 200 изолятов фомоидных грибов. Из данной коллекции были выбраны 28 штаммов, которые предварительно были идентифицированы как виды семейства Didymellaceae. Целью работы была идентификация этих штаммов согласно CSC. Мультилокусный филогенетический анализ, основанный на последовательностях областей внутренних транскрибируемых спейсеров (ITS) и большой (28S) субъединицы рДНК, а также участков, ответственных за синтез β-тубулина (tub2) и второй большой субъединицы фермента РНК-полимеразы II (rpb2) позволил идентифицировать штаммы как 18 видов Didymellaceae: Ascochyta erotica, Didymella americana, D. bellidis, D. glomerata, D. macrostoma, D. pomorum, D. pseudomacrophylla, D. segeticola, D. sinensis, D. tanaceti, Epicoccum convolvulicola, E. pseudoplurivorum, Nothophoma brennandiae, N. gossypiicola, Phomatodes nebulosa, Stagonosporopsis caricae, S. heliopsidis и S. inoxydabilis. Все эти грибы были впервые выявлены на растениях семейства Convolvulaceae. Семь видов были впервые выявлены на территории России: Didymella bellidis, D. segeticola, D. sinensis. D. tanaceti, Nothophoma brennandiae, Phomatodes nebulosa и Stagonosporopsis caricae. Вид S. heliopsidis был впервые обнаружен в Казахстане. Помимо детальных филогенетических данных, рукопись сопровождается подробным описанием культуральных и микроморфологических признаков выявленных видов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. М. Гомжина

Всероссийский НИИ защиты растений

Автор, ответственный за переписку.
Email: gomzhina91@mail.ru
Россия, 196608, Санкт-Петербург

Е. Л. Гасич

Всероссийский НИИ защиты растений

Email: elena_gasich@mail.ru
Россия, 196608, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Ahmadpour S.A., Mehrabi-Koushki M., Farokhinejad R., Asgari B. New species of the family Didymellaceae in Iran. Mycol Prog. 2022. V. 21. P. 28. https://doi.org/10.1007/s11557-022-01800-5
  2. Aveskamp M.M., de Guyter J., Crous P.W. Biology and recent developments in the systematics of Phoma, a complex genus of major quarantine significance. Fungal Divers. 2008. V. 31. P. 1–18.
  3. Aveskamp M.M., Verkley G.J.M., de Gruyter J. et al. DNA phylogeny reveals polyphyly of Phoma section Peyronellaea and multiple taxonomic novelties. Mycologia. 2009. V. 101 (3). P. 363–382. https://doi.org/10.3852/08-199
  4. Aveskamp M.M., de Gruyter J., Woudenberg J.H.C. et al. Highlights of the Didymellaceae: a polyphasic approach to characterise Phoma and related pleosporalean genera. Stud. Mycol. 2010. V. 65. P. 1–60. https://doi.org/10.3114/sim.2010.65.01
  5. Boerema G.H., Gruyter J., Noordeloos M.E. et al. Phoma identification manual. CABI Publishing, L., 2004.
  6. Boyle J.S., Lew A.M. An inexpensive alternative to glassmilk for DNA purification. Trends Genet. 1995. V. 11 (1). P. 8. https://doi.org/10.1016/S0168-9525(00)88977-5
  7. Chen Q., Zhang K., Zhang G.Z. et al. A polyphasic approach to characterise two novel species of Phoma (Didymellaceae) from China. Phytotaxa. 2015a. V. 197 (4). P. 267–281. https://doi.org/10.11646/phytotaxa.197.4.4
  8. Chen Q., Jiang J.R., Zhang G.Z. et al. Resolving the Phoma enigma. Stud. Mycol. 2015b. V. 82. P. 137–217. https://doi.org/ 10.1016/j.simyco.2015.10.003
  9. Chen Q., Hou L.W., Duan W.J. et al. Didymellaceae revisited. Stud. Mycol. 2017. V. 87. P. 105–259. https://doi.org/10.1016/j.simyco.2017.06.002
  10. Chen T., Wang S., Jiang X., et al. New species of Didymellaceae within aquatic plants from Southwestern China. J. Fungi. 2023. V. 9. P. 761. https://doi.org/10.3390/jof9070761
  11. Crous P.W., Hawksworth D.L., Wingfield M.J. Identifying and naming plant-pathogenic fungi: past, present, and future. Ann. Rev. Phytopathol. 2015. V. 53. P. 247–267. https://doi.org/10.1146/annurev-phyto-080614-120245
  12. de Gruyter J., Aveskamp M.M., Woudenberg J.H.C., et al. Molecular phylogeny of Phoma and allied anamorph genera: Towards a reclassification of the Phoma complex. Mycol. Res. 2009. V. 113. P. 508–519. https://doi.org/10.1016/j.mycres.2009.01.002
  13. de Gruyter J., Woudenberg J.H.C., Aveskamp M.M., et al. Redisposition of Phoma-like anamorphs in Pleosporales. Stud. Mycol. 2012. V. 75. P. 1–36. https://doi.org/10.3114/sim0004
  14. Deb D., Khan A., Dey N. Phoma diseases: epidemiology and control. Plant Pathol. 2020. V. 69 (7). P. 1203–1217. https://doi.org/10.1111/ppa.13221
  15. Doyle J.J., Doyle J.L. Isolation of plant DNA from fresh tissue. Focus. 1990. V. 12. P. 13–15. https://doi.org/10.1007/978-3-642-83962-7_18
  16. Farr D.F., Rossman A.Y. Fungal databases, systematic mycology and microbiology laboratory. 2021. Agricultural research service United States department of agriculture. Accessed 13.08.2024. https://fungi.ars.usda.gov/
  17. Gannibal Ph.B., Gasich E.L., Berestetskiy A.O. et al. Materials to the study of micromycetes of weeds and wild herbaceous plants in the south of Russian Far East (Primorie and Khabarovsk territories). Mikologiya i fitopatologiya. 2010. V. 44. P. 105–117. (In Russ.) https://doi.org/10.31111/nsnr/2010.44.105
  18. Gasich E.L., Titova Yu.A. Micromycetes on weeds in Rostov Region. Bulletin of the All-Russian institute of plant protection. 1998. V. 78–79. P. 64–70. (In Russ.)
  19. Gasich E.L. Mycobiota of field bindweed in the European part of Russia and micromycetes promising for its control. Mikologiya i fitopatologiya. 2001. V. 35(2). P. 1–10. (In Russ.)
  20. Gasich E.L., Gannibal Ph.B., Berestetskiy A.O. et al. Materials to the study of micromycetes of weeds in the Krasnodar territory and Republic of Adygeya. Novosty sistematiki vysshykh rasteniy. 2011. V. 45. P. 91–100. (In Russ.) https://doi.org/10.31111/nsnr/2011.45.91
  21. Gasich E.L., Gannibal Ph.B., Berestetskiy A.O. et al. Fungal biodiversity on weeds and wild herbaceous plants in the Pskov region. Plant protection news. 2015. V. 84(2). P. 28–35. (In Russ.)
  22. Gasich E.L., Gannibal Ph.B., Berestetskiy A.O. et al. Micromycetes of weeds and wild herbaceous plants in the Republic of North Ossetia – Alania. Mikologiya i fitopatologiya. 2016. V. 50(4). P. 257–265. (In Russ.)
  23. Gasich E.L., Gagkaeva T. Yu., Khlopunova L.B. et al. Micromycetes of weeds and wild herbaceous plants in Smolensk region. Mikologiya i fitopatologiya. 2017. V. 51(5). P. 276– 282. (In Russ.)
  24. Gomzhina M.M., Gannibal Ph.B. Modern systematics of the genus Phoma sensu lato. Mikologiya i fitopatologiya. 2017. V. 51 (5). P. 268–275. (in Russ.) https://doi.org/10.31857/S0026364821050056
  25. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Khlopunova L.B. et al. New species and new findings of Phoma-like fungi (Didymellaceae) associated with some Asteraceae in Russia. Nova Hedwigia. 2020а. V. 111(1–2). P. 131–149. https://doi.org/10.1127/nova_hedwigia/2020/0586
  26. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Khlopunova L.B. et al. Paraphoma species associated with Convolvulaceae. Mycol. Progress. 2020b. V. 19. P. 185–194. https://doi.org/10.1007/s11557-020-01558-8
  27. Gomzhina M.M., Gasich E.L., Gagkaeva T. Yu. et al. Biodiversity of fungi inhabiting European blueberry in North-Western Russia and in Finland. Dokl. Biol. Sci. 2022. V. 507. P. 439–453. https://doi.org/10.1134/S0012496622060047
  28. Gomzhina M.M., Gasich E.L. Plenodomus species infecting oilseed rape in Russia. Plant protection news. 2022. V. 105 (3). P. 135–147. https://doi.org/10.31993/2308-6459-2022-105-3-15425
  29. Gomzhina M.M., Gasich E.L. Ascochyta erotica sp. nov. pathogenic on Convolvulus arvensis. Diversty. 2024а. V. 16(4). P. 246. https://doi.org/10.3390/d16040246
  30. Gomzhina M.M., Gasich E.L. Unique findings of Phoma-like fungi associated with soybean. Mikologiya i fitopatologiya. 2024b. V. 58 (2). P. 145–162. (In Russ.) https://doi.org/10.31857/S0026364824020062
  31. Gomzhina M.M., Gasich E.L. Didymellaceae species associated with Convolvulaceae plants with description of three new species. Mycologia. 2025 (unpubl.).
  32. Hou L.W., Groenewald J.Z., Pfenning L.H. et al. The Phoma-like dilemma. Stud. Mycol. 2020a. V. 96. P. 309–396. https://doi.org/10.1016/j.simyco.2020.05.001
  33. Hou L., Hernández-Restrepo M., Groenewald J.Z. et al. Citizen science project reveals high diversity in Didymellaceae (Pleosporales, Dothideomycetes). MycoKeys. 2020b. V. 65. P. 49–99. https://doi.org/10.3897/ mycokeys.65.47704
  34. Keirnan E.C., Tan Y.P., Laurence M.H., et al. Cryptic diversity found in Didymellaceae from Australian native legumes. MycoKeys. 2021. V. 78. P. 1–20. https://doi.org/10.3897/mycokeys.78.60063
  35. Kularathnage N.D., Senanayake I.C., Wanasinghe D.N., et al. Plant-associated novel didymellaceous taxa in the South China Botanical Garden (Guangzhou, China). J. Fungi. 2023. V. 9. P. 182. https://doi.org/10.3390/jof9020182
  36. Liu Y.J., Whelen S., Hall B.D. Phylogenetic relationships among ascomycetes: evidence from an RNA polymerase II subunit. Mol. Biol. Evol. 1999. V. 16. P. 1799–1808. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a026092
  37. Liu J., Long Z., Xue L., et al. First report of Didymella sinensis causing leaf blight on italian ryegrass in China. Plant Dis. 2023. V. 107 (5). P. 1261–1640. https://doi.org/10.1094/PDIS-08-22-1831-PDN
  38. Lord E., Leclercq M., Boc A. et al. Armadillo 1.1: An original workflow platform for designing and conducting phylogenetic analysis and simulations. PLOS One. 2012. V. 7 (1). P. e29903. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0029903
  39. Lukina E., Gomzhina M., Dalinova A., et al. Reappraisal of Didymella macrostoma causing white tip disease of Canada thistle as a new species, Didymella baileyae, sp. nov., and bioactivity of its major metabolites. Mycologia. 2024. V. 116(6). P. 877–902. https://doi.org/10.1080/00275514.2024.2367470
  40. Luo X., Hu Y., Xia J. et al. Morphological and phylogenetic analyses reveal three new species of Didymella (Didymellaceae, Pleosporales) from Jiangxi, China. J. Fungi. 2024. V. 10. P. 75. https://doi.org/10.3390/jof10010075
  41. Minh B.Q., Schmidt H.A., Chernomor O. et al. IQ-TREE2: New models and efficient methods for phylogenetic inference in the genomic era. Mol. Biol. Evol. 2020. V. 35 (7). P. 1530–1534. https://doi.org/10.1093/molbev/msaa015
  42. Nekrasov E.V., Shumilova L.P., Gomzhina M.M. et al. Diversity of endophytic fungi in annual shoots of Prunus mandshurica (Rosaceae) in the South of Amur Region, Russia. Diversity. 2022. V. 14. P. 1124. https://doi.org/10.3390/d14121124
  43. O’Donnell K., Cigelnik E. Two divergent intragenomic rDNA ITS2 types within a monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous. Mol. Phylog. Evol. 1997. V. 7. P. 103–116. https://doi.org/10.1006/mpev.1996.0376
  44. Pearce T.L., Scott J.B., Crous P.W., et al. Tan spot of pyrethrum is caused by a Didymella species complex. Plant Pathol. 2016. V. 65. P. 1170–1184. https://doi.org/10.1111/ppa.12493
  45. Phookamsak R., Liu J-K., McKenzie E.H.C. et al. Revision of Phaeosphaeriaceae. Fungal Divers. 2014. V. 68. P. 159–238. https://doi.org/10.1007/s13225-014-0308-3
  46. Quaedvlieg W., Verkley G.J.M., Shin H–D., et al. Sizing up Septoria. Stud. Mycol. 2013. V. 75. P. 307–390. https://doi.org/10.3114/sim0017
  47. Rai M., Zimowska B., Kövics G.J. The genus Phoma: what we know and what we need to know? In: M. Rai, B. Zimowska, G.J. Kövics (eds). Phoma: diversity, taxonomy, bioactivities, and nanotechnology. Springer, Cham, Switzerland, 2022. P. 3–11. https://doi.org/10.1007/978-3-030-81218-8_1
  48. Rehner S.A., Samuels G.J. Taxonomy and phylogeny of Gliocladium analysed from nuclear large subunit ribosomal DNA sequences. Mycol Res. 1994. V. 98 (6). P. 625–634. https://doi.org/10.1016/S0953-7562(09)80409-7
  49. Saleh A.A., Leslie J.F. Cephalosporium maydis is a distinct species in the Gaeumannomyces-Harpophora species complex. Mycologia. 2004. V. 96 (6). P. 1294–1305. https://doi.org/10.2307/3762146
  50. Samson R.A., Hoekstra E.S., Frisvad J.C. et al. Introduction to food- and airborne fungi. Sixth edn. Centraal bureau voor schimmel cultures, Utrecht, 2002.
  51. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. PNAS USA. 1977. V. 74 (12). P. 5463–5467. https://doi.org/10.1073/pnas.74.12.5463
  52. Schoch C.L., Seifert K.A., Huhndorf S. et al. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for Fungi. PNAS USA. 2012. V. 109. P. 6241–6246. https://doi.org/10.1073/pnas.1117018109
  53. Sung G.H., Sung J.M., Hywel-Jones N.L. et al. A multi-gene phylogeny of Clavicipitaceae (Ascomycota, Fungi): identification of localized incongruence using a combinational bootstrap approach. Mol. Phylog. Evol. 2007. V. 31. P. 1204–1223. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2007.03.011
  54. Taylor J.W., Jacobson D.J., Kroken S., et al. Phylogenetic species recognition and species concepts in fungi. Fungal Genet. Biol. 2000. V. 31(1). P. 21–32. https://doi.org/10.1006/fgbi.2000.1228
  55. Tennakoon D.S., Thambugala K.M., de Silva N.I., et al. Leaf litter saprobic Didymellaceae (Dothideomycetes): Leptosphaerulina longiflori sp., nov. and Didymella sinensis, a new record from Roystonea regia. AJOM. 2019. V. 2 (1). P. 87–100. https://doi.org/10.5943/ajom/2/1/3
  56. Thompson J.D., Gibson T.J., Plewniak F. et al. The ClustalX windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res. 1997. V. 24. P. 4876–4882. https://doi.org/10.1093/nar/25.24.4876
  57. Vilgalys R., Hester M. Rapid genetic identification and mapping of enzymatically amplified ribosomal DNA from several Cryptococcus species. J. Bacteriol. 1990. V. 172. P. 4238–4246. https://doi.org/10.1128/jb.172.8.4238–4246.1990
  58. White T.J., Bruns T., Lee S. et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR Protocols. In: M.A. Innis etc. (eds). A guide to methods and applications. San Diego, Acad. Press, 1990. pp. 315–322.
  59. Zhao P., Crous P.W., Hou L.W. et al. Fungi of quarantine concern for China I: Dothideomycetes. Persoonia. 2021. V. 47. P. 45–105. https://doi.org/10.3767/persoonia.2021.47.02
  60. Zimowska B. Taxonomical evaluation of Phoma: history of classification, current status and future directions. In: M Rai, B Zimowska, GJ Kövics (eds). Phoma: diversity, taxonomy, bioactivities, and nanotechnology. Springer, Cham, Switzerland, 2022. P. 13–34. https://doi.org/10.1007/978-3-030-81218-8_2
  61. Ганнибал Ф.Б., Гасич Е.Л., Берестецкий А.О. и др. (Gannibal et al.) Материалы к изучению микромицетов сорных и дикорастущих травянистых растений юга Дальнего Востока России (Приморский и Хабаровский края) // Микология и фитопатология. 2010. Т. 44. С. 105–117. https://doi.org/10.31111/nsnr/2010.44.105
  62. Гасич Е.Л., Титова Ю.А. (Gasich, Titova) Микромицеты на сорных растениях Ростовской обл. // Бюллетень Всероссийского научно-исследовательского института защиты растений. 1998. Т. 78–79. С. 64–70.
  63. Гасич Е.Л. (Gasich) Микобиота вьюнка полевого на территории европейской части России и микромицеты, перспективные для его контроля. Микология и фитопатология. 2001. Т. 35(2). С. 1–10.
  64. Гасич Е.Л., Ганнибал Ф.Б., Берестецкий А.О. и др. (Gasich et al.) Материалы к изучению микромицетов сорных растений Краснодарского края и республики Адыгея. Новости систематики низших растений // 2011. Т. 45. С. 91–100. https://doi.org/10.31111/nsnr/2011.45.91
  65. Гасич Е.Л., Ганнибал Ф.Б., Берестецкий А.О. и др. (Gasich et al.) Видовой состав микромицетов на сорных и дикорастущих травянистых растениях Псковской обл. // Вестник защиты растений. 2015. Т. 84(2). С. 28–35.
  66. Гасич Е.Л., Ганнибал Ф.Б., Берестецкий А.О. и др. (Gasich et al.) Микромицеты сорных и дикорастущих травянистых растений республики Северная Осетия – Алания // Микология и фитопатология. 2016. Т. 50. № 4. С. 257–265.
  67. Гасич Е.Л., Гагкаева Т.Ю., Хлопунова Л.Б. и др. (Gasich et al.) Микромицеты сорных и дикорастущих травянистых растений Смоленской обл. // Микология и фитопатология. 2017. Т. 51. № 5. С. 276–282.
  68. Гомжина М.М., Ганнибал Ф.Б. (Gomzhina, Gannibal) Современная систематика грибов рода Phoma sensu lato // Микология и фитопатология. 2017. Т. 51. № 5. С. 268–275. https://doi.org/10.31857/S0026364821050056
  69. Гомжина М.М., Гасич Е.Л. (Gomzhina, Gasich) Редкие виды фомоидных грибов, ассоциированные с соей. Микология и фитопатология. 2024. Т. 58(2). С. 145–162. https://doi.org/10.31857/S0026364824020062

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Комбинированное филогенетическое дерево видов Ascochyta, Didymella, Epicoccum, Nothophoma, Phomatodes и Stagonosporopsis, построенное методом максимального правдоподобия (ML), основанное на нуклеотидных последовательностях ITS, 28S, rpb2 и tub2. Числовые значения бутстреп-поддержки и Байесовской статистики (BPP, ≥ 0.7) приведены в узлах ветвей филограммы соответственно. Ветви с поддержкой ML=100 и BP=1 выделены полужирным. Номера типовых или репрезентативных штаммов выделены буквами Т или R соответственно. Номера исследованных штаммов выделены синим.

Скачать (2MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Культуры Didymella americana MF 32.47 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (729KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Культуры Didymella bellidis MF 32.65 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–К – пикниды; Л–М – конидиогенные клетки; Н – конидии. Масштаб – 500 мкм (Ж), 100 мкм (З–К), 10 мкм (Л–М), 20 мкм (Н).

Скачать (1MB)
Метаданные
5. Рис. 4. Культуры Didymella glomerata MF 32.38.1 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–И – пикниды; К–Л – микросклероции; М – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 50 мкм (З–Л), 20 мкм (М).

Скачать (1MB)
Метаданные
6. Рис. 5. Культуры Didymella macrostoma MF 32.52.2 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–И – пикниды; К–Л – конидиогенные клетки; М – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 50 мкм (З), 100 мкм (И), 20 мкм (К–М).

Скачать (992KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Культуры Didymella pomorum MF 32.67 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–З – пикниды; И, К, М – многоклеточные хламидоспоры; Л – микросклероций; Н – одноклеточные хламидоспоры; О – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 50 мкм (З, Л), 20 мкм (И, К, М–О).

Скачать (1MB)
Метаданные
8. Рис. 7. Культуры Didymella segeticola MF 32.69 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (617KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Культуры Didymella sinensis MF 32.66 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (663KB)
Метаданные
10. Рис. 9. Культуры Didymella tanaceti MF 17.86.4 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–И – пикниды; К – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 200 мкм (З), 100 мкм (И), 20 мкм (К).

Скачать (1MB)
Метаданные
11. Рис. 10. Культуры Nothophoma brennandiae MF 32.68 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–З – пикниды; И – конидиогенная клетка; К – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 100 мкм (З), 10 мкм (И), 20 мкм (К).

Скачать (1MB)
Метаданные
12. Рис. 11. Культуры Nothophoma gossypiicola MF 52.4 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА; 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (649KB)
Метаданные
13. Рис. 12. Культуры Phomatodes nebulosa MF 32.57.1 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (633KB)
Метаданные
14. Рис. 13. Культуры Stagonosporopsis caricae MF 32.73 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–З – пикниды; И – конидии. Масштаб – 500 мкм (Ж), 50 мкм (З), 20 мкм (И).

Скачать (890KB)
Метаданные
15. Рис. 14. Культуры Stagonosporopsis heliopsidis MF 32.81 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут; Ж–З – пикниды; И – конидиогенная клетка; К – конидии. Масштаб – 1 мм (Ж), 50 мкм (З), 20 мкм (И, К).

Скачать (1MB)
Метаданные
16. Рис. 15. Культуры Stagonosporopsis inoxydabilis MF 9.239 (левая половина – верхняя часть, правая – реверс): A – КСА, 7 сут; Б – ОА, 7 сут; В – MEA, 7 сут; Г – КСА, 14 сут; Д – ОА, 14 сут; Е – MEA, 14 сут.

Скачать (690KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025