Участие жасмоновой кислоты в передаче сигналов из корней в побеги растений гороха в условиях засоления

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Жасмоновая кислота (ЖК) и ее производные участвуют в адаптации растений к биотическим и абиотическим стрессам, в том числе к засолению. Однако недостаточно сведений о роли ЖК в передаче из органа в орган сигналов при локальном действии абиотических факторов. Изучена сигнальная роль ЖК в связи с реакцией побегов на засоление прикорневой среды растений гороха. Представлены результаты о влиянии засоления на изменения содержания ЖК в растущей и проводящей зонах корней и ксилемном соке, а также локализация ЖК и абсцизовой кислоты (АБК) в листьях стрессированных растений в связи с изменением уровня их транспирации. Содержание и локализацию ЖК в листьях и корнях растений оценивали иммуногистохимическим методом с использованием специфических антител. Цель данного исследования – проверка, могут ли индуцированные засолением изменения концентрации ЖК в корнях и ксилемном соке объяснить накопление этих гормонов в листьях и связанные с этим изменения транспирации.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Г. Р. Ахиярова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан

Г. Х. Вафина

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан

А. В. Коробова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии 

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан

И. И. Иванов

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан

А. Р. Гиниятуллин

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН; Уфимский университет науки и технологий

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии 

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан; 450076 Уфа, ул. Заки Валиди, 32, Башкортостан

Э. Р. Гаффарова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН; Уфимский университет науки и технологий

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан; 450076 Уфа, ул. Заки Валиди, 32, Башкортостан

М. И. Гарипова

Уфимский университет науки и технологий

Email: akhiyarova@rambler.ru
Россия, 450076 Уфа, ул. Заки Валиди, 32, Башкортостан

Г. Р. Кудоярова

Уфимский федеральный исследовательский центр РАН

Email: akhiyarova@rambler.ru

Уфимский Институт биологии

Россия, 450054 Уфа, просп. Октября, 69, Башкортостан

Список литературы

  1. El. Sabagh A., Islam M.S., Skalicky M., Ali Raza M., Singh K., Anwar Hossain M., Hossain A., Mahboob W., Iqbal M.A., Ratnasekera D., Singhal R.K., Ahmed S., Kumari A., Wasaya A., Sytar O., Brestic M., ÇIG F., Erman M., Habib Ur Rahman M., Ullah N., Arshad A. Salinity stress in wheat (Triticum aestivum L.) in the changing climate: Adaptation and management strategies // Front. Agron. 2021. V. 3. P. 661932. doi: 10.3389/fagro.2021.661932
  2. Navarro-Torre S., Garcia-Caparrós P., Nogales A., Abreu M.M., Santos E., Cortinha A.L., Caperta A.D. Sustainable agricultural management of saline soils in arid and semi-arid Mediterranean regions through halophytes, microbial and soil-based technologies // Environ. Exp. Bot. 2023. V. 212. P. 105397. doi: 10.1016/j.envexpbot.2023.105397
  3. Lucas W.J., Groover A., Lichtenberger R., Furuta K., Yadav S.R., Helariutta Y., He X.Q., Fukuda H., Kang J., Brady S.M., Patrick J.W., Sperry J., Yoshida A., López-Millán A.-F., Grusak M.A., Kachroo P. The plant vascular system: Evolution, development and functions // J. Integr. Plant Biol. 2013. V. 55. P. 294–388. doi: 10.1111/jipb.12041
  4. Jackson M. Hormones from roots as signals for the shoots of stressed plants // Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 22–28. doi: 10.1016/S1360-1385(96)10050-9
  5. Davies W.J., Zhang J. Root signals and the regulation of growth and development of plants in drying soil // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1991. V. 42. P. 55–76. doi: 10.1146/annurev.pp.42.060191.000415
  6. Wasternack C., Hause B. Jasmonates: Biosynthesis, perception, signal transduction and action in plant stress response, growth and development. An update to the 2007 review in Annals of Botany // Ann. Bot. 2013. V. 111. P. 1021–1058. doi: 10.1093/aob/mct067
  7. Lacombe B., Achard P. Long-distance transport of phytohormones through the plant vascular system // Curr. Opin. Plant Biol. 2016. V. 34. P. 1–8. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2016.06.007
  8. Ali M.S., Baek K.-H. Jasmonic acid signaling pathway in response to abiotic stresses in plants // Inter. J. Mol. Sci. 2020. V. 21(2). P. 621, doi: 10.3390/ijms21020621
  9. Li M., Wang F., Li S., Yu G., Wang L., Li Q., Zhu X., Li Z., Yuan L., Liu P. Importers drive leaf-to-leaf jasmonic acid transmission in wound-induced systemic immunity // Mol. Plant. 2020. V. 13. P. 1485–1498. doi: 10.1016/j.molp.2020.08.017
  10. Abouelsaad I., Renault S. Enhanced oxidative stress in the jasmonic acid-deficient tomato mutant def-1 exposed to NaCl stress // J. Plant Physiol. 2018. V. 226. P. 136–144. doi: 10.1016/j.jplph.2018.04.009
  11. Ahmad B., Raina A., Naikoo M.I., Khan S. Role of methyl jasmonates in salt stress tolerance in crop plants // Plant Signal. Mol. Amsterdam, The Netherlands: Elsevier, 2019. P. 371–384. doi: 10.1016/B978-0-12-816451-8.00023-X
  12. Liu H.R., Sun G.W., Dong L.J., Yang L.Q., Yu S.N., Zhang S.L., Liu J.F. Physiological and molecular responses to drought and salinity in soybean // Biol. Plant. 2017. V. 61. P. 557–564. doi: 10.1007/s10535-017-0703-1
  13. Akhiyarova G., Vafina G., Veselov D., Kudoyarova G. Immunolocalization of jasmonates and auxins in pea roots in connection with inhibition of root growth under salinity conditions // Inter. J. Mol. Sci. 2023. V. 24. P. 15148. https://doi.org/10.3390/ijms242015148
  14. Delgado C., Mora-Poblete F., Ahmar S., Chen J.T., Figueroa C.R. Jasmonates and plant salt stress: Molecular players, physiological effects, and improving tolerance by using genome-associated tools // Inter. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. 3082. doi: 10.3390/ijms22063082
  15. Kang D.-J., Seo Y.-J., Lee J.D., Ishii R., Kim K., Shin D., Park S., Jang S., Lee I.-J. Jasmonic acid differentially affects growth, ion uptake and abscisic acid concentration in salt-tolerant and salt-sensitive rice cultivars // J. Agron. Crop Sci. 2005. V. 191. P. 273–282. doi: 10.1111/j.1439-037X.2005.00153.x
  16. Yoon J.Y., Hamayun M., Lee S.-K., Lee I.-J. Methyl jasmonate alleviated salinity stress in soybean // J. Crop. Sci. Biotechnol. 2009. V. 12. P. 63–68. doi: 10.1007/s12892-009-0060-5
  17. Javid M.G., Sorooshzadeh A., Moradi F., Modarres Sanavy S.A.M., Allahdadi I. The role of phytohormones in alleviating salt stress in crop plants // Aust. J. Crop. Sci. 2011. V. 5. P. 726–734.
  18. Fricke W., Akhiyarova G., Veselov D., Kudoyarova G. Rapid and tissue-specific changes in ABA and in growth rate in response to salinity in barley leaves // J. Exp. Bot. 2004. V. 55. P. 1115–1123. https://doi.org/10.1093/jxb/erh117
  19. Förster S., Schmidt L.K., Kopic E., Anschütz U., Huang S., Schlücking K., Köster P., Waadt R., Larrieu A., Batistič O., Rodriguez P.L., Grill E., Kudla J., Becker D. Wounding-induced stomatal closure requires jasmonate-mediated activation of gork K+ channels by a Ca2+sensor-kinase CBL1-CIPK5 complex // Dev. Cell. 2019. V. 48. P. 87–99. doi: 10.1016/j.devcel.2018.11.014
  20. De Ollas C., Arbona V., Gómez-Cadenas A., Dodd I.C. Attenuated accumulation of jasmonates modifies stomatal responses to water deficit // J. Exp. Bot. 2018. V. 69. P. 2103–2116. doi: 10.1093/jxb/ery045
  21. Veselov S.U., Kudoyarova G.R., Egutkin N.L., Gyuli Zade V.G., Mustafina A.R., Kof E.K. Modified solvent partitioning scheme providing increased specificity and rapidity of immunoassay for indole 3-acetic acid // Physiol. Plant. 1992. V. 86. P. 93–96.
  22. Korobova A., Ivanov R., Timergalina L., Vysotskaya L., Nuzhnaya T., Akhiyarova G., Kusnetsov V., Veselov D., Kudoyarova G. Effect of low light stress on distribution of auxin (indole-3-acetic acid) between shoot and roots and development of lateral roots in barley plants // Biology. 2023. V. 12. P. 787. doi: 10.3390/biology12060787
  23. Akhiyarova G.R., Ivanov R.S., Ivanov I.I., Finkina E.I., Melnikova D.N., Bogdanov I.V., Nuzhnaya T., Ovchinnikova T.V., Veselov D.S., Kudoyarova G.R. Effects of salinity and abscisic acid on lipid transfer protein accumulation, suberin deposition and hydraulic conductance in pea roots // Membranes. 2021. V. 11. P. 762. doi: 10.3390/membranes11100762
  24. Passioura J.B., Munns R. Rapid environmental changes that affect leaf water status induce transient surges or pauses in leaf expansion rate // Austral. J. Plant Physiol. 2000. V. 27. P. 941–948.
  25. Agurla S., Gahir Sh., Munemasa Sh., Murata Y., Raghavendra A.S. Mechanism of stomatal closure in plants exposed to drought and cold stress // Adv. Exp. Med. Biol. 2018. V. 1081. P. 215–232. doi: 10.1007/978-981-13-1244-1_1
  26. Ахиярова Г.Р., Фрике В., Веселов Д.С., Кудоярова Г.Р., Веселов С.Ю. Накопление и распределение АБК в тканях листа при кратковременном действии засоления указывает на ее роль в регуляции устьичной проводимости // Цитология. 2006. Т. 48(11). С. 918–923.
  27. Шарипова Г.В., Иванов Р.С., Высоцкая Л.Б., Ахиярова Г.Р. Влияние засоления на устьичную и гидравлическую проводимость, а также на уровень аквапоринов в клетках листьев растений ячменя, различающихся по солеустойчивости // Biomics. 2021. V. 13(3). P. 280–287. doi: 10.31301/2221-6197.bmcs.2021-19
  28. Zabadal T.J. A water potential threshold for the increase of abscisic acid in leaves // Plant. Physiol. 1974. V. 53. P. 125–127. doi: 10.1104/pp.53.1.125
  29. Valenzuela C.E., Acevedo-Acevedo O., Miranda G.S., Vergara-Barros P., Holuigue L., Figueroa C.R., Figueroa R.M. Salt stress response triggers activation of the jasmonate signaling pathway leading to inhibition of cell elongation in Arabidopsis primary root // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 4209–4220. doi: 10.1093/jxb/erw202
  30. Sack L., John G.P., Buckley T.N. ABA Accumulation in dehydrating leaves is associated with decline in cell volume, not turgor pressure // Plant Physiol. 2018. V. 176. P. 489–495. doi: 10.1104/pp.17.01097

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Влияние засоления и обработки побегов метилжасмонатом (+МЖ, 10 мМ) на скорость потери воды 8-суточными растениями гороха (Pisum sativum) (n  100). Время после внесения в питательный раствор хлорида натрия (50 мМ) составило 1.5, 4.5 ч и 4 сут. Одна и две звездочки обозначают средние, достоверно отличающиеся от контрольных показателей при p ≤0.05 и p ≤0.01 соответственно (t-test).

Скачать (23KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Локализация АБК в устьичных клетках листьев 8-суточных контрольных нестрессированных растений гороха (Pisum sativum) (а) и через 1 ч после засоления (б) питательного раствора внесением хлорида натрия (50 мМ). Линейка соответствует 5 µм.

Скачать (28KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Локализация жасмоновой кислоты в тканях листьев и устьичных клетках 8-суточных контрольных нестрессированных растений гороха (Pisum sativum) (а, в) и через 4 ч после засоления (б, г) питательного раствора внесением хлорида натрия (50 мМ). Линейка соответствует 40 µм (а, б) и 5 µм (в, г); 1 – мезофилл, 2 – проводящий пучок, 3 – устьица.

Скачать (74KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Локализация жасмоновой кислоты на поперечных срезах проводящих тканей базальной зоны корня на удалении 5–7 мм от основания побега 8-суточных контрольных нестрессированных растений (а) и через 1.5 ч на фоне засоления, вызванного добавлением 50 мМ хлорида натрия (б) в питательный раствор растений гороха. Линейка соответствует 50 µм; кс – ксилема, фл – флоэма.

Скачать (77KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Локализация жасмоновой кислоты на продольных срезах меристематической зоны корней 11-суточных контрольных нестрессированных растений (а) и через 4 сут на фоне засоления, вызванного добавлением 50 мМ хлорида натрия (б) в питательный раствор растений гороха. Линейка соответствует 500 µм; 1 – корневой чехлик, 2 – кора, 3 – центральный цилиндр.

Скачать (97KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025